biotechnologia


 
 

Cytochrom P450

Autor: Katarzyna Nabielec

Enzymy cytochromu P450 (CYP) to białka transbłonowe. Ich masa cząsteczkowa wynosi ok. 50-55 kDa (Bogacz, 2009). W genomie ludzkim sklasyfikowano 58 izoenzymów CYP, które należą do 18 rodzin (Tomaszewski i in., 2008). Cytochromy te występują w organizmach żywych, tj. bakteriach, grzybach, roślinach, zwierzętach, a także u ludzi. Oprócz dojrzałych erytrocytów znajdziemy je, w każdym typie komórek ssaczych. Wysoka aktywność enzymów CYP stwierdzana jest w siateczce śródplazmatycznej hepatocytów oraz w komórkach występujących w płucach, sercu, mózgu i nerkach (Wiśniewska i Mazerska, 2009). Białka te najwyższą aktywność wykazują jednak w wątrobie i jelicie cienkim. To w tych narządach zachodzą najważniejsze procesy detoksykacji (Pelkonen i in., 2008).

Budowa cytochromu P450 ssaka została poznana m.in. dzięki strukturze krystalicznej bakteryjnych enzymów P450 oraz modelowaniu molekularnemu cząsteczek. Wiadomo, że w cytochromie znajdują się regiony, które odpowiadają za wiązanie substratów, hemu oraz transport elektronów. To hemoproteiny, które różnią się pierwszorzędową strukturą. Centrum aktywne hemu stanowi żelazo (Bogacz, 2009). Wiśniewska i Mazerska (2009) opisują centrum porfirynowo-żelazowego cytochromu P450, jako atom żelaza związany koordynacyjnie z czterema atomami azotu pierścienia porfirynowego i dwoma osiowymi ligandami, z których jeden stanowi reszta cysteiny. W stanie spoczynku kompleks porfiryny występuje w równowadze pomiędzy strukturą pięciokoordynacyjnego wysokospinowego jonu Fe(III) z resztą cysteiny jako ligandem i sześciokoordynacyjnego niskospinowego jonu Fe(III) z cząsteczką wody w pozycji trans w odniesieniu do reszty cysteiny. Enzym CYP450 był pierwszym, dla którego udało się określić sekwencję aminokwasową. Został on wyizolowany z hepatocytów szczura. Enzymy P450 dzięki sekwencji hydrofobowej (sygnałowa sekwencja kotwicząca) na swoich N – końcach, mogą zakotwiczyć się w błonie komórkowej (Bogacz, 2009).

Porównanie budowy przestrzennej, głównych enzymów CYP sugeruje, że ich trzeciorzędowa struktura jest identyczna. Złożone są z 16 łańcuchów aminokwasowych, z czego 12 posiada strukturę α-helisy a 4 β-harmonijki (Sansen i in., 2007). Enzymy cytochromu P450 wraz z tlenkiem węgla, tworzą kompleks, który wykazuje maksimum absorbancji przy długości fali – 450nm (Hames i Hooper, 2012).

Cytochromy P450 należą do nadrodziny monooksygenaz (Szaefer i in., 2013). To enzymy katalizujące reakcje, w których jeden z atomów tlenu wprowadzony zostaje do cząsteczki substratu powodując jego hydroksylację, drugi natomiast ulega redukcji do wody (Hames i Hooper, 2012; Botham i Mayes, 2018). Elektron z NADPH zostaje przejęty przez enzymy P450 i zostaje przeniesiony na cząsteczkę tlenu. Na drodze monooksygenacji, enzymy CYP katalizują reakcję utleniania egzo- i endogennych związków chemicznych (Wiśniewska i Mazerska, 2009). Proces ten zachodzi zgodnie z reakcją: RH + O2 + NADPH + H+ → ROH + H2O + NADP+, gdzie RH - substrat, ROH - produkt

Mimo, że cytochrom P450 występuje w łańcuchu oddechowym jako końcowy element, jego rolą jest hydroksylacja substratów (Stryer, 2003).

Związanie substratu z cząsteczką białka grupy hemowej, inicjuje cykl katalityczny cytochromu P450. Grupa ta po pobraniu elektronu z NADPH, prowadzi do redukcji Fe3+ do Fe2+, który wiąże się z cząsteczką tlenu i tworzy addukt Fe2+-O2 (Bogacz, 2009). Fe3+ połączony z substratem znajduje się w pięciokoordynacyjnym stanie. Jego potencjał redukcyjny wynosi -170mV. Fe3+, który w stanie sześciokoordynacyjnym posiada potencjał niższy (-270mV). Taka różnica w potencjałach zwiększa szybkość redukcji atomu żelaza (Wiśniewska i Mazerska, 2009). Addukt Fe2+-O2 ulega konformacji do trwalszego kompleksu Fe3+-O2-• (Bogacz, 2009). Następnie przyjęty elektron powoduje utlenienie żelaza do Fe3+ i powstaje Fe3+-O22-. Kompleks ten oddziałuje z protonem, pochodzącym ze środowiska, przez co wiązanie O-O rozpada się, tworzy się cząsteczka H2O oraz kompleks Fe3+=O. Rodnik wodorowy pochodzący z substratu, zostaje przyjęty przez ten kompleks i powstaje Fe3+-OH. Drugi, niesparowany elektron pozostaje w cząsteczce substratu. Wspomniane dwa rodniki ulegają przemianie i tworzą produkt zawierający grupę hydroksylową. Następuje odłączenie otrzymanego produktu, a cytochrom P450 zostaje odtworzony (Isin i Guengerich, 2007).

U człowieka, w błonach retikulum endoplazmatycznego, znajduje się specjalny system transportu, dzięki któremu możliwe jest przeniesienie elektronów na cytochrom P450 z NADPH. Elektrony trafiają na NADPH-zależną flawoproteinę (reduktazę cytochromu P450). Reduktaza (CPR) oraz cytochrom stanowią niezależne białka. CPR to przedstawiciel reduktaz diflawinowych (Wiśniewska i in., 2009). Grupami prostetycznymi tego enzymu są kofaktory: FMN (mononukleotyd flawinoadeninowy) oraz FAD (dinukleotyd flawinoadeninowy). Elektrony pochodzące z NADPH trafiają kolejno na FMN, FAD i zostają przekazane na hem cytochromu P450. Hem przenosi elektron na substrat (RH), ulegając redukcji (Bogacz, 2009). W siateczce śródplazmatycznej komórek wątroby, obok cytochromu P450, znajduje się cytochrom b5, również zawierający hem (Botham i Mayes, 2018). W zależności od formy cytochromu P450, cytochrom b5 może brać udział w przekazywaniu drugiego elektronu (Reed i Holenberg, 2003). Wykazano również, że obecność i stężenie cytochromu b5 ma wpływ na reakcje, które katalizują izoenzymy CYP (Zhang i in., 2008).

Drugi system transportu, znajduje się w wewnętrznej błonie mitochondrialnej. Elektrony z NADPH trafiają na FAD, który pochodzi z reduktazy flawonoproteinowej. W związku z brakiem FMN, reduktaza mitochondrialna nie może w sposób bezpośredni przenieść elektronów na hem cytochromu P450. Pomocne okazuje się białko żelazo-siarkowe o niewielkich rozmiarach - adrenodoksyna (Bogacz, 2009). To niehemowe białko, przeprowadza transfer elektronu na utleniony cytochrom P450 oraz powoduje jego redukcję (Stryer, 2003).

Izoenzymy cytochromu P450 biorą udział w biotransformacji ksenobiotyków tj. leków oraz związków endogennych. Odgrywają kluczową rolę w przemianach toksyn i procesach kancerogenezy (Bogacz, 2009). Enzymy te powodują aktywację oraz inaktywację leków. Zaangażowane są także w metabolizm substancji obcych dla naszego organizmu, dostarczanych np. z pożywieniem. Reakcje I fazy przemian ksenobiotyków, w których biorą udział cytochromy P450 powodują, że powstałe produkty metabolizmu są lepiej rozpuszczalne w wodzie (Szaefer, 2013). Wykazują też zdecydowanie lepszą polarność (Bogacz, 2009). Ułatwia to wydalanie ksenobiotyków z organizmu (Szaefer, 2013). Za przemiany ponad 90% leków odpowiadają wspólnie izoenzymy: CYP2B6, 2C9, 2C19 i 2D6, które należą do rodzin CYP1-3 (Guengerich, 2008). Izoenzymy CYP biorą udział w biotransformacji związków endogennych - kwasów tłuszczowych, steroidów, kwasów żółciowych oraz eikozanoidów (Seliskar i Rozman, 2007). Te ostatnie stanowią produkty przemian dwudziestowęglowego kwasu arachidonowego, z wykorzystaniem epoksygenaz cytochromu P450 (Jawień i Olszanecki, 2017). W biosyntezie steroli i kwasów tłuszczowych, bierze udział kilka izoenzymów CYP. Kluczową rolę odgrywa CYP51A1. Reakcja katalizowana przez ten izoenzym, to 14α-demetylacjalanosterolu. W jej wyniku powstaje cholesterol. Obecność CYP51A1 wykazano w jajnikach, jądrach, wątrobie, nadnerczach i nerkach (Wiśniewska i Mazerska, 2009).

Izoenzymy CYP7A1, CYP39A1, CYP7B1 pełnią znaczącą funkcję, w pierwszym etapie biosyntezy kwasów tłuszczowych z oksysterolu i cholesterolu, katalizując reakcję hydroksylacji atomu węgla w pozycji 7 (Wiśniewska, 2008; Wiśniewska i Mazerska, 2009). W syntezie kwasów tłuszczowych bierze udział również CYP8B1, który katalizuje reakcję 12α-hydroksylacji. Izoenzym CYP27A1 jest niezbędny do syntezy oksysteroli i reakcji utlenienia steroli. CYP7B1 bierze udział w alternatywnym szlaku syntezy kwasów tłuszczowych. Katalizuje 7-hydroksylację 27-hydroksycholesterolu oraz kwasu 3β-hydroksy-5-cholestenowego (Wiśniewska, 2008). W przemianę cholesterolu do 24S-hydroksycholesterolu (oksysterolu), zaangażowany jest również CYP46A1, który występuje przede wszystkim w neuronach ośrodkowego układu nerwowego. Oksysterol w przeciwieństwie do cholesterolu, jest bardziej polarny i może swobodnie pokonywać barierę krew-mózg. Wraz z krwiobiegiem, powraca do wątroby i przekształca się w kwasy żółciowe. Może także zostać wydalony z organizmu w postaci glukuronianów i siarczanów. Dzięki tym procesom, możliwe jest wydzielenie cholesterolu z komórek mózgu oraz jego obieg w organizmie. CYP46A1 bierze zatem udział, w utrzymaniu równowagi poziomu cholesterolu, jak również spełnia ważną rolę w hamowaniu rozwoju chorób neurodegeneracyjnych np. choroby Alzheimera (Ohyama, 2006). Wykazano, że obecność, powstałej w wyniku tranzycji T-C intronu drugiego, odmiany polimorficznej CYP46A1, wiąże się z ryzykiem rozwoju choroby Alzheimera (Wiśniewska i Mazerska, 2009).

Izoenzymy CYP biorą udział w metabolizmie witaminy D3. CYP27A1 katalizuje, przebiegającą w wątrobie, hydroksylację atomu węgla C-25. Drugim etapem szlaku metabolicznego, zachodzącym w nerkach, jest 1-α-hydroksylacja, katalizowana przez CYP27B1. W wyniku tej reakcji powstaje 1α,25-dihydroksywitamina D3 - aktywna forma wit. D3. Izoenzym CYP24 jest katalizatorem procesu inaktywacji tej formy, stanowi więc razem w CYP27B1 czynnik regulujący stężenie witaminy D3 w surowicy.

Izoenzymy rodziny CYP26 - CYP26A1 oraz CYP26B1, występują w wątrobie i zaangażowane są w przemiany kwasu retinowego (pochodna witaminy A). CYP26A1 jest katalizatorem hydroksylacji pochodnych trans tego kwasu (Wiśniewska, 2008). CYP26A1 oraz CYP26B1 nie rozpoznają kwasu cis-retinowego (Wiśniewska i Mazerska, 2009).

Enzymy cytochromu P450 katalizują reakcje monooksygenacji. Jednak rodzaj substratu oraz miejsce w cząsteczce, do którego przyłączony zostanie atom tlenu, pozwala enzymom CYP uczestniczyć również w reakcjach: dehydratacji, dehalogenacji, dehydrogenacji, redukcji, izomeryzacji i dimeryzacji. Reakcje utlenienia, które są katalizowane przez te enzymy obejmują reakcje: hydroksylacji, dealkilacji, monooksygenacji heteroatomów i epoksydacji.

Hydroksylacja to najbardziej powszechna przemiana, która jest katalizowana przez cytochromy P450 (Bogacz, 2009). Enzymy CYP hydroksylują fenobarbital (pochodna kwasu barbiturowego), powodując zwiększenie jego rozpuszczalności, co za tym idzie ułatwia wydalenie tego związku z organizmu. Hydroksylacji ulegają także wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne (Stryer, 2003) . Dealkilacja to reakcja hydroksylacji, która zachodzi w pozycji α w stosunku do heteroatomów. Przykładem jest atom tlenu w eterach lub azot w aminach i amidach. Rozpad wiązania skutkuje O-, S- i N-dealkilacją np. N-dealkilacja imiprapiny (lek o działaniu przeciwdepresyjnym). Monooksygenacja heteroatomów to np. reakcja hydroksylacji wiązania N-H, atomu azotu w aminach lub amidach I- i II-rzędowych. Powstające N- hydroksyloaminy, przekształcają się w I-rzędowe aminy. Te z kolei są metabolizowane do związków nitrozopochodnych (Bogacz, 2009).Reakcje epoksydacji prowadzą do otrzymania epoksydów. To związki reaktywne o właściwościach toksycznych. Ich reakcja z DNA może zapoczątkować procesy kancerogenezy. Przykładem takiego związku jest epoksyd benzo[a]pirenu (Alexandrov i in., 2006). Najprawdopodobniej, niektóre izoenzymy cytochromu P450, w momencie braku odpowiedniego substratu mogą wytwarzać reaktywne formy tlenu (RTF), ulegając autooksydacji. RTF będą uszkadzać zasady purynowe i pirymidynowe, tym samym indukować apoptozę (Bogacz, 2009).

Polimorfizm oraz poziom ekspresji genów kodujących enzymy CYP, mają wpływ na zdolność metabolizowania przez te białka biofarmaceutyków i innych substancji chemicznych. Polimorfizm wpływa na strukturę genów izoenzymów cytochromu P450, które są istotne w procesie biotransformacji leków (Niemira i in., 2009). Należą do nich: CYP2A6, 2C9, 2C19, 2D6, 2E1 oraz 3A4. Każdy z tych izoenzymów występuje w kilku odmianach polimorficznych. Wyróżnia się trzy typy pacjentów, w zależności od zdolności metabolizowania leków. Pierwsza grupa to tzw. “przeciętnie metabolizujący”, których forma izoenzymu CYP jest typowa. Osoby ze zmienionym jednym z alleli kodujących enzym CYP, są heterozygotami i określamy je jako „pośrednio metabolizujące”. Pacjenci „słabo metabolizujący” są najczęściej homozygotą recesywną. Charakteryzują się zmniejszoną aktywnością izoenzymu lub nawet jego brakiem. Osoby „bardzo intensywnie metabolizujące” mogą natomiast posiadać więcej niż dwie kopie genu (Weinshilboum, 2003). Enzym CYP2D6 wykazuje aktywność hydroksylazy debryzochiny. Jest najlepiej poznaną izoformą cytochromu P450 (Smolik i in., 2011). Poznano 40 różniących się między sobą odmian polimorficznych tego białka. Oznacza się je symbolami *1 do *43 i obejmują one m.in. 26 alleli, które kodują niefunkcjonalny enzym i 6 alleli, kodujących enzym o niskiej aktywności (Niemira i in., 2009). Takie zróżnicowanie genetyczne CYP2D6, ma swoje konsekwencje, gdyż enzym ten uczestniczy w metabolizmie ok. 25% stosowanych farmaceutyków (Smolik i in., 2011) takich jak: leki antydepresyjne, β-blokery czy opioidy (Niemira i in., 2009). Enzym CYP2D6 kodowany jest przez gen 450 db1, należący do rodziny CYP2D. Znajduje się on na chromosomie 22q13.1. To gen składający się z 9 egzonów, zbudowany z 1491 par zasad, kodujących 497 aminokwasów. Ulega ekspresji w mózgu, wątrobie i jelicie. Zidentyfikowano 196 polimorfizmów pojedynczego nukleotydu enzymu CYP2D6 (Smolik i in., 2011). Nieaktywny enzym CYP2D6 posiada 20% osób należących do kaukaskiej grupy etnicznej oraz ok. 1% reszty populacji. 6% ludzkości nie posiada tego enzymu. Pacjenci słabo metabolizujący, narażeni są na występowanie toksycznych działań niepożądanych stosowanego leku, gdyż zahamowany metabolizm obniża tempo jego wydalania z organizmu. Przykładem są leki antydepresyjne. Farmaceutyki przeciwbólowe, opioidowe i antyarytmiczne, wymagają enzymatycznej aktywacji, stąd brak izoenzymu CYP2D6 obniża również skuteczność tych leków (Niemira i in., 2009). Zauważono powiązanie występowania polimorfizmów w CYP2D6 z predyspozycją do zachorowania na nowotwory i choroby neurologiczne. U osób wolno metabolizujących, stwierdzono zwiększoną zachorowalność na padaczkę i chorobę Parkinsona. Natomiast pacjenci szybko utleniający leki, mogą być bardziej narażeni na nowotwór pęcherza moczowego, jąder, szyjki macicy, płuc czy piersi (Wojtczak i Skrętkowicz, 2009). CYP2C9 metabolizuje ponad sto leków. Znanych jest kilka odmian tego enzymu np. CYP2C9*2, CYP2C9*3, różniące się jednym aminokwasem, które występują u około 20% całej populacji kaukaskiej oraz u 2-3% w azjatyckiej grupie etnicznej. Ich obecność powoduje obniżenie metabolizmu leków: antykoagulacyjnych (acenokumarol, warfaryna), niesteroidowych leków przeciwzapalnych (diklofenak, ibuprofen) i leków przeciwpadaczkowych (fenytoina). Pacjenci posiadający wersję genu CYP2C9*3, charakteryzują się bardzo słabą zdolnością metabolizowania warfaryny, która obniża krzepliwość krwi. U takich osób, lek występuje we krwi w wysokim stężeniu. Stwarza to zagrożenie krwotoku wewnętrznego. Z kolei pacjenci z wersjami CYP2C9*2 i CYPC9*3, narażeni są na zwiększone stężenie fenytoiny we krwi, co jest toksyczne dla układu nerwowego. W obu tych przypadkach konieczne jest zastosowanie zmniejszonej dawki leku (Niemira i in., 2009). CYP2C19 metabolizuje niewielką liczbę leków (Niedzielska i in., 2007). Odmiany polimorficzne tego izoenzymu zostały odkryte podczas badań przemian mefenytoiny, którą stosuje się w leczeniu padaczki. Zdecydowanie więcej osób słabo metabolizujących występuje w Azji, niż w kaukaskiej grupie etnicznej. Poznano około 15 alleli genu kodującego CYP2C19, z czego sześć (CYP2C19*2 do CYP2C19*8) kodują nieaktywny enzym. Najczęściej występujące allele to: CYP2C19*2 (posiada mutację w 5 egzonie) oraz CYP2C19*3 (zawiera kodon „stop”) (Niemira i in., 2009). Te dwa warianty powstają na skutek zmiany pojedynczego nukleotydu. Polimorfizm genu kodującego izoenzym CYP2C19, może skutkować skróceniem łańcuchów polipeptydowych, powstaniem przedwczesnych kodonów stop lub pozbawieniem aktywności enzymu (Niedzielska i in., 2007). Lek metabolizowany przez enzym CYP2C19 to omeprazol, który jest inhibitorem pompy protonowej. Jego zadaniem jest zmniejszenie wydzielania kwasów żołądkowych. Terapia ta stosowana jest m.in. w leczeniu wrzodów żołądka. Jednak u pacjentów słabo utleniających lek, stwierdzono wzrost stężenia protonów (Mathijssen i van Schaik, 2006). Izoenzym CYP3A4 to jeden z najważniejszych enzymów cytochromu P450 komórek wątroby i jelita cienkiego. Aktywność tego enzymu wykazano również w żołądku, płucach i jelicie grubym oraz niektórych komórkach nowotworowych. To kluczowy enzym biorący udział w przemianach metabolicznych wielu związków endogennych oraz leków. Gen kodujący CYP3A4 znajduje się na 7 chromosomie (7q22.1) (Wiśniewska i Mazerska, 2009). Poznano około 40 alleli tego genu. CYP3A4*1B jest najbardziej powszechną odmianą polimorficzną (Niemira i in., 2009). Leki, które posiadają w swojej budowie ugrupowania o charakterze lipofilnym są najczęstszymi substratami CYP3A4. Należą do nich antybiotyki (cyklosporyna, erytromycyna), leki psychotropowe (triazolam, midazolam), leki przeciwnowotworowe (ifosfamid, cyklofosfamid i inne) oraz leki stosowane w schorzeniach układu krążenia (diltiazem, nifedypina). Reakcje metabolizujące wyżej wymienione grupy leków to głównie: hydroksylacja, której ulegają grupy benzylowe oraz alifatyczne fragmenty cząsteczki, oksydacyjna N-dealkilacja, zachodząca w erytromycynie, lidokainie i N-dehalogenacja. Związki przeciwnowotworowe takie jak cyklofosfamid, ulegają specyficznej 4-hydroksylacji. Spośród związków endogennych (kortyzol, testosteron, estradiol, progesteron) podstawową reakcją katalizowaną przez CYP3A4 jest 6β-hydroksylacja testosteronu. Związki metabolizowane przez ten izoenzym charakteryzują się obecnością łańcuchów lub pierścieni węglowodorowych, posiadających właściwości lipofilowe oraz grup aminowych i hydroksylowych o charakterze polarnym. Konsekwencją oddziaływań hydrofobowych, między izoenzymem a substratem jest ich wzajemne związanie. Ta reakcja wymaga jednak usunięcia cząsteczek wody z centrum aktywnego enzymu. (Wiśniewska i Mazerska, 2009). CYP3A4*1B występuje u ponad 50% całej populacji Afroamerykanów i u 5% populacji kaukaskiej, nie zaobserwowano obecności tego genu u Azjatów. Znaczenie występowania mutacji w obrębie izoenzymu CYP3A4 nie jest do końca wyjaśnione. Okazuje się, że większość reakcji metabolizowanych przez prawidłowy i zmutowany enzym CYP3A4, w tym metabolizm progesteronu i testosteronu, zachodzi w podobny sposób. Wyjątek stanowi zmiana w procesie metabolizowania testosteronu w obecności CYP3A4*17 oraz CYP3A4*18. Nie stwierdzono więc, czy mutacje izoenzymu CYP3A4, mają wpływ na przebieg procesów transformacji leków, katalizowanych przez to białko. Uważa się, że polimorfizmy izoenzymu CYP3A4 nie są istotne w przemianach leków oraz wydalaniu ich z organizmu (Niemira i in., 2009). CYP2B6 jest jednym z głównych enzymów katalizujących transformację leków przeciwnowotworowych. Gen kodujący ten izoenzym, posiada 25 różnych alleli. Aktywność CYP2B6 wykazuje związek z płcią. Obniżoną aktywność tego białka, w reakcji N-demetylacji S-mefenytoiny, można zauważyć u 20% mężczyzn i 7 % kobiet (Mathijssen i van Schaik, 2006). Izoforma CYP2B6*6 katalizuje reakcję 4-hydroksylacji cyklofosfamidu (lek przeciwnowotworowy), jak również bierze udział w transformacji leku - efawirenz - stosowanego podczas terapii pacjentów chorych na HIV. CYP1A2 metabolizuje związki kancerogenne. U osób intensywnie metabolizujących, podwyższony poziom tego izoenzymu, powoduje zwiększenie stężenia we krwi metabolitów: policyklicznych węglowodorów aromatycznych (benzopiren), amin heterocyklicznych, pochodzących z żywności lub mykotoksyn (aflatoksyna) (Niemira i in., 2009).

Wykazano, że kontrola ekspresji enzymów CYP, odbywa się na poziomie transkrypcji. Substancje egzogenne wpływają na aktywność receptorów jako ligandy, które aktywują czynniki transkrypcyjne (Bogacz, 2009). Do takich czynników należą białka z rodziny bHLH-PAS, jak również receptory jądrowe, do których zaliczamy NHR - hormonalne receptory jądrowe. Ahr (receptor węglowodorów aromatycznych) jest przedstawicielem bHLH-PAS. Ahr aktywowany jest przez wielopierścieniowe związki organiczne, takie jak dioksyny i ich pochodne (Niemira i in., 2009). Receptory NHR podzielono na trzy klasy. Klasę I stanowią receptory steroidowe: progesteronowy, estrogenowy, androgenowy, glukokortykoidowy oraz mineralokortykoidowy. Do II klasy receptorów NHR zaliczamy: receptor tyroidowy, receptor kwasu retinolowego oraz receptor witaminy D. Klasa III to tzw. receptory „sieroce” (receptory, dla których początkowo nie znano ligandu) (Bain i in., 2007). Zaliczamy tutaj: CAR - konstytutywny receptor androstanu, PXR - receptor pregnanu, PPAR - receptor, który jest aktywowany przez proliferatory peroksysomów, LXR - wątrobowy receptor X, FXR - receptor kwasów żółciowych oraz RXR - receptor retinoidowy. Wyżej wymienione czynniki, określa się jako receptory ksenobiotyków (XR), gdyż właśnie od nich zależy aktywność biologiczna związków egzogennych(Niemira i in., 2009).

Receptor Ahr powoduje hamowanie ekspresji enzymów z podrodziny CYP1A1, A2 oraz B1, a także wybranych genów kodujących w II fazie metabolizmu ksenobiotyków. Dioksyny stanowiące ligandy receptorów Ahr, posiadają właściwości toksyczne i mogą być odpowiedzialne za większe uszkodzenia DNA u osób z podwyższonym poziomem CYP1A. Czynniki CAR i PXR biorą udział w regulacji ekspresji genów, kodujących izoenzymy głównie podrodziny CYP3A, które to odpowiadają za metabolizm leków (Bogacz, 2009). Receptory NHR na swoim C-końcu zawierają: domenę wiążącą ligand (LBD), domenę wiążącą DNA (DBD), domeny, które aktywują transkrypcję (AF-1 i AF-2) oraz centralną domenę typu „zawias” (Monostory i Pascussi, 2008). Domena DBD zbudowana jest z dwóch palców cynkowych, które umożliwiają rozpoznanie sekwencji, jak również związanie się białka w miejscu regulatorowym dużego rowka DNA. Na domenę LBD składają się: α-helisy, sygnał, który kieruje do jądra komórkowego i motyw, który odpowiada za zmianę konformacji receptora. Na swoim C-końcu domena LBD zawiera motyw AF-2, który podobnie jak AF-1, aktywuje transkrypcję. Zanim jednak domena zwiąże się z DNA, następuje modyfikacja chromatyny, która prowadzi do jej rozluźnienia. W momencie gdy receptor nie jest aktywny, chromatyna występuje w stanie skondensowanym, a transkrypcja zostaje zahamowana (Niemira i in., 2009).

Badania dowiodły, że wiele ksenobiotyków jest induktorami receptorów jądrowych izoenzymów cytochromu P450 (Honkakoski i Negishi, 2000). Geny kodujące enzymy CYP oraz receptory jądrowe, pozostają w zależności o charakterze sprzężenia zwrotnego. Enzymy metabolizują specyficzne ligandy receptorów, wpływając jednocześnie na ich odpowiedź, która prowadzi do indukcji ekspresji genów tych właśnie enzymów (Niemira i in., 2009).

CAR i PXR to receptory, które pośredniczą w regulacji enzymów oraz białek transportujących, biorących udział w biotransformacji leków. Oddziaływania pomiędzy zastosowanymi farmaceutykami, wiążą się z aktywacją receptorów. Hyperforyna i rifampicyna aktywują PXR, natomiast fenytoina i fenobarbital receptor CAR. Stymulacja tych receptorów, wiąże się z obniżeniem stężenia farmaceutyków, przekształcanych przez izoenzymy CYP, które to ulegają jednoczesnej indukcji (Wilson i Kliewer, 2002). W przypadku leków nowotworowych aktywacja PXR również ma istotne znaczenie. Antymitotyczne leki przeciwnowotworowe takie jak: docetaksol i paklitaksol posiadają działanie wywołujące odmienne interakcje lek-lek. Badania wykazały, że traktowanie komórek paklitaksolem, spowodowało indukcję syntezy enzymu CYP3A4. Takiej zdolności nie posiada jednak docetaksol, gdyż powoduje on zmianę konformacji receptora LBD, czego konsekwencją jest brak indukcji ekspresji genu CYP3A4 (Niemira i in., 2009).

Poznany został również inny mechanizm regulacji izoenzymów cytochromu P450. Zachodzi on podczas transkrypcji z udziałem czynników transkrypcyjnych: HNF1, HFN6, HNF4, HNF3 oraz C/EBP. Trzy ostatnie regulują stężenie hepatocytowego czynnika jądrowego HNF1α, którego działanie powoduje aktywację ekspresji CYP1A2 i CYP2E1. Czynnik HNF4, który wiąże się z DNA w regionie HPF1, bierze udział w regulacji izoenzymów podrodzin: CYP2A, CYP2D oraz CYP3A.

Na ekspresję genów CYP mają wpływ czynniki fizjologiczne i środowiskowe. Konstytutywna ekspresja genów izoenzymów cytochromu P450, zależy również od cytokin, czynników wzrostu, hormonów endogennych oraz przebytych chorób wątroby, stresu czy infekcji (Bogacz, 2009).

Bibliografia:
1. ALEXANDROV K., M. ROJAS i C. RONALDO, 2006. DNA damage by benzo(a)pyrene in human cells is increased by cigarette smoke and decreased by a filter containing rosemary extract, which lowers free radicals. Cancer Research, 66(24), 11938-11945.
2. BAIN D., A. HENEGHAN, K. CONNAGHAN-JONES i M. MIURA 2007. Nuclear receptor structure: implications for function. Annual Review of Physiology, 69, 201-220.
3. BOGACZ A., 2010. Ocena wpływu wybranych roślin leczniczych na poziom transkrypcji genów CYP3A1 i CYP 2D2 w badaniach in vivo. Poznań. Rozprawa doktorska.
4. BOTHAM K. i P. MAYES, 2018. Biochemia Harpera. Warszawa: Wydawnictwo Lekarskie PZWL.
5. GUENGERICH F., 2008. Cytochrome p450 and chemical toxicology. Chemical Research in Toxicology, 21(1), 70-83.
6. HAMES D. i N. HOOPER, 2012.Krótkie wykłady. Biochemia. Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN.
7. HONKAKOSKI P. i M. NEGISHI, 2000. Regulation of Cytochrome P450 (CYP) genes by nuclear receptors. Biochemical Journal, 347(2), 321-337
8. ISIN E. i F. GUENGERICH, 2007. Complex reactions catalyzed by Cytochrome P450 enzymes. Biochimica et Biophysica Acta, 1770(3), 314-329.
9. JAWIEŃ J. i R. OLSZANECKI, 2017. Farmakologia autakoidów. W: R. KORBUT, red. Farmakologia. Warszawa: Wydawnictwo Lekarskie PZWL, s. 129 -209.
10. MATHIJSSEN R. i R. VAN SCHAIK, 2006. Genotyping and phenotyping Cytochrome P450: perspectives for cancer treatment. EuropeanJournal of Cancer, 42(2), 141-148.
11. MONOSTORY K. i J. PASCUSSI, 2008. Regulation of Drug-metabolizing Human Cytochrome P450s. Acta Chimica Slovenica, 55, 20-37.
12. NIEDZIELSKA E., D. WÓJCIK, A. DOROSZKO, W. PIETRAS, M. NIEDZIELSKA i A. CHYBICKA, 2007. Rola polimorfizmu genetycznego w metabolizmie leków stosowanych w leczeniu dzieci z ostrymi białaczkami. Acta Haematologica Polonica, 38(1), 37–46.
13. NIEMIRA M., A. WIŚNIEWSKA i Z. MAZERSKA, 2009. Rola polimorfizmu i zróżnicowanej ekspresji genów cytochromów P450 w metabolizmie ksenobiotyków. Postępy Biochemii, 55(3), 279-289.
14. OHYAMA Y., S. MEANEY, M. HEVERIN, L. EKSTRÖM, A. BRAFMAN, M.SHAFIR, U. ANDERSSON, M. OLIN, G. EGGERTSEN, U. DICZFALUSY, E. FEINSTEIN i I. BJÖRKHEM, 2006. Studies on the transcriptional regulation of cholesterol 24-hydroxylase (CYP46A1): marked insensitivity toward different regulatory axes. The Journal of Biological Chemistry, 281(7), 3810-3820.
15. PELKONEN O., M. TURPEINEN, J. HAKKOLA, P. HONKAKOSKI, J. HUKKAKEN i H. RAUNIO, 2008. Inhibition and induction of human cytochrome P450 enzymes: current status. Archives of Toxicology, 82(10), 667-715.
16. REED J. i P. HOLLENBERG, 2003. Comparison of substrate metabolism by cytochromes P450 2B1, 2B4, and 2B6: Relationship of heme spin state, catalysis, and the effects of cytochrome b5. Journal of Inorganic Biochemistry, 93(3-4), 152-160.
17. SANSEN S., M. HSU, C. STOUT i E. JOHNSON, 2007. Structural insight into the altered substrate specificity of human cytochrome P450 2A6 mutants. Archives of Biochemistry and Biophysics, 464(2), 197-206.
18. SELISKAR M. i D. ROZMAN, 2007. Mammalian cytochromes P450-importance of tissue specificity. Biochimica et Biophysica Acta, 1770(3), 458-466.
19. SMOLIK S., D. DOMAL-KWIATKOWSKA i L. WĘGLARZ, 2011. Polimorfizm genetyczny wybranych alleli cytochromu CYP2D6 u pacjentów z kardiomiopatią rozstrzeniową i zapaleniem mięśnia sercowego. Annales Academiae Medicae Silesiensis, 65(3), 34-40.
20. STRYER L., 2003. Biochemia. Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN.
21. SZAEFER H., M. CICHOCKI i A. MAJCHRZAK-CELIŃSKA, 2013. Nowe cytochromy P450 jako biomarkery i potencjalne cele oddziaływania w chemioprewencji i terapii nowotworów. Postępy Higieny i Medycyny Doświadczalnej, 67, 709-718.
22. TOMASZEWSKI P., G. KUBIAK-TOMASZEWSKA i J. PACHECKA, 2008. Cytochrome P450 polymorphism - molecular, metabolic and pharmacogenetic aspect. II. Participation of CYP isoenzymes in the metabolism of endogenous substances and drugs. Acta Poloniae Pharmaceutica-Drug Research, 65(3), 307-318, ISSN 0001-6837.
23. WEINSHILBOUM R., 2003. Inheritance and drug response. The New England Journal of Medicine, 348(6), 529-537.
24. WILSON T. i S. KLIEWER, 2002. PXR, CAR and drug metabolism. Nature Reviews Drug Discovery, 1(4), 259-266.
25. WIŚNIEWSKA A. i Z. MAZERSKA, 2009. Izoenzymy cytochromu P450 w metabolizmie związków endo- i egzogennych. Postępy biochemii, 55(3), 259-271.
26. WIŚNIEWSKA A., 2008. Metaboliczna transformacja in vitro przeciwnowotworowych pochodnych 9-amino-1-nitroakrydyny w aspekcie ich działania przeciwnowotworowego i toksyczności ogólnej. Gdańsk. Rozprawa doktorska.
27. WIŚNIEWSKA A., K. JAGIEŁŁO i Z. MAZERSKA, 2009. Reduktaza NADPH: cytochrom P450 - nie tylko partner cytochromu P450. Postępy Biochemii, 55(3), 272-278.
28. ZHANG Y., W. ZHANG, H. YANG, W. ZHOU, C. HU i L. ZHANG, 2008. Two cytochrome P450 aromatase genes in the hermaphrodite ricefield eel Monopterusalbus: mRNA expression during ovarian development and sex change. Journal of Endocrinology, 199(2), 317-331.




Podręcznik biotechnologii

Kto jest online

203 anonymous users oraz 0 registered users online.

Jesteś niezarejestrowanym lub niezalogowanym użytkownikiem.


 
 
 
Partnerzy:

laboratoria.net Nauka w Polsce Academio Fundacja NanoNet BioCen - BioCentrum Edukacji Naukowej Notatek.pl cebioforum.com materialyinzynierskie.pl Wspieram.to - POLSKI KICKSTARTER - Polska platforma finansowania społecznoœciowego.Tu zrealizujš się Twoje pomysły. Portal popularnonaukowy

Portal: Redakcja . Współpraca . Kontakt . Polecamy



Wszystkie prawa zastrzeżone 2006-2016 e-biotechnologia.pl
stat4u